Aphytis melinus (DeBach, 1959)
(=Aphytus melinus)
Alóctono (India, Pakistan) y naturalizado | Clasificación taxonómica | ||
|
Reino | Animalia | |
Filo | Arthropoda | ||
Subfilo | Mandibulata | ||
Infrafilo | Atelocerata | ||
Superclase | Panhexapoda | ||
Epiclase | Hexapoda | ||
Clase | Insecta | ||
Subclase | Dicondylia | ||
Superorden | Hymenopterida | ||
Orden | Hymenoptera | ||
Suborden | Apocrita | ||
Infraorden | Proctotrupomorpha | ||
Superfamilia | Chalcidoidea | ||
Familia | Aphelinidae | ||
Subfamilia | Aphelininae |
info
Descripción
La mayoría de parasitoides del género Aphytis son pequeñas avispillas de 2 mm de longitud y de color amarillo. Para identificarlos es necesario montarlos y observarlos bajo microscopio.
Biología
Los parasitoides del género Aphytis son ectoparasitoides, introducen un huevo bajo el escudo de las cochinillas, depositándolo sobre el cuerpo de la víctima después de haberla paralizado. Además, una gran parte de los diaspídidos mueren directamente cuando el parásito las perfora con su ovipositor para nutrirse de los fluidos que surgen por la herida provocada. Esta acción de depredación (picaduras alimenticias) es muy importante en el campo para el control de los diaspídidos.
Aphytis melinus pone 6-7 huevos diarios y entre uno y tres huevos por huésped, generalmente uno. El periodo de desarrollo de huevo a adulto se completa en 13-17 días a 22-25 ºC. La longevidad del adulto oscila entre 10 a 24 días. La reproducción es por partenogénesis arrenotoca, es decir, los huevos que deposita la hembra, si están fecundados darán lugar a hembras y si no lo están, darán lugar a machos haploides. Una hembra adulta pone entre 50 y 100 huevos a lo largo de su vida. La larva come el cuerpo de la cochinilla hasta completar su desarrollo. La pupa se forma bajo el escudo de la cochinilla. La característica presencia de meconios fecales de color marrón, producidos por la larva, indica que el diaspídido ha sido parasitado, incluso después de haber emergido el parasitoide. La hembra adulta necesita proteína para producir huevos, y comúnmente obtiene esta alimentándose del piojo rojo de California. Una sola hembra puede eliminar entre 80 y 110 cochinillas y se calcula que hasta un 50% de toda la población de cochinilla en un cultivo puede ser destruida por la alimentación de los adultos.
Es más abundante en verano y otoño.
Productos comerciales
Manejo
Plagas que controla
Cochinillas diaspinas: Piojo rojo (Aonidiella auranti), Piojo blanco (Aspidiotus neri), Piojo gris (Parlatoria pergander)
Cultivos
A. melinus está recomendado en cultivo de cítricos
Forma de introducción
Homogeneizar el contenido, abrir el bote y dejar escapar libremente. Este proceso es rápido pues, una vez quitada la tapadera, las avispas buscan de inmediato la luz.
Dosis y momento de aplicaciòn
Dosis: Dependiendo del nivel de plaga de la campaña anterior liberar entre 8 - 15 individuos/m2 repartidas en varias sueltas cada 15 días.
Época: meses más favorables de Abril a Octubre coincidiendo con el mayor número posible de estadios sensibles de la cochinilla hospedadora.
Almacenamiento y transporte
Tiempo. maximo 24 horas desde su recepción
Luz: evitar la luz directa
Publicaciones
Autor C. BENASSY
Bol. Serv. Plagas, 3: 55-73, 1977.
RESUMEN
Las cochinillas diaspinas de los géneros: Chrysomphalus, Lepidosaphes y Unaspis, pueden ser parasitadas por algunos animales de utilidad, de la familia de los Aphelinidae, como son las especies Aphytis melinus y Aphytis lepidosaphes. Se estudian las condiciones óptimas para el desarrollo de estos parásitos a diversas temperaturas, determinándose valores de; duración del desarrollo, longevidad y número de descendientes [...]
Autor: P. TRONCHO; E. RODRIGO, y F. GARCÍA-MARÍ
Bol. San. Veg. Plagas, 18:11-30, 1992
RESUMEN
En una parcela de naranjo Washington Navel de El Puig (Valencia) se ha estudiado el parasitismo por himenópteros de género Aphytis sobre tres especies de cóccidos diaspinos: Lepidosaphes beckii (Newman), Parlatorio pergandei (Comstock), y Aonidiella aurantii (Maskell), realizándose muéstreos periódicos durante 1988 y 1990 en ramas, hojas y frutos, y también en trampas amarillas pegajosas. En las trampas amarillas se han identificado [...]
Autor: Michaud JP.
J Insect Sci. 2003;3:8. Epub 2003 Mar 20.
RESUMEN
Two fruit fly baits, Nu-Lure®/malathion and GF-120 (Spinosad®) were evaluated in the laboratory for non-target impacts on beneficial insects. Nu-Lure/malathion proved attractive and toxic to adults and larvae of the coccinellid species, Curinus coeruleus Mulsant, Cycloneda sanguinea L. and Harmonia axyridis Pallas, a lacewing species, Chrysoperla rufilabris Burmeister. The coccinellids Olla v-nigrum Mulsant, Scymnus sp. and nymphs of the insidious flower bug, Orius insidiosus (Say) did not succumb to Nu-Lure baits, even in no-choice situations. Nu-Lure was also attractive and lethal to adults of two aphidophagous flies; Leucopis sp. and the syrphid fly Pseudodorus clavatus (F.). Both Nu-Lure and GF-120 caused significant mortality to the parasitoid wasps, Aphytis melinus De Bach and Lysiphlebus testaceipes [...]
IPM-compatibility of foliar insecticides for citrus: indices derived from toxicity to beneficial insects from four orders.
Autor: Michaud JP, Grant AK.
J Insect Sci. 2003;3:18. Epub 2003 Jul 7.
RESUMEN
A series of compounds representing four major pesticide groups were tested for toxicity to beneficial insects representing four different insect orders: Coleoptera (Coccinellidae), Hemiptera (Anthocoridae), Hymenoptera (Aphelinidae), and Neuroptera (Chrysopidae). These materials included organophosphates (methidathion, esfenvalerate and phosmet), carbamates (carbofuran, methomyl and carbaryl), pyrethroids (bifenthrin, fenpropathrin, zeta-cypermethrin, cyfluthrin and permethrin) and the oxadiazine indoxacarb. Toxicity to coccinellid and lacewing species was assessed by [...]
Referencias PubMed
Vacas S, Vanaclocha P, Alfaro C, Primo J, Verdú MJ, Urbaneja A, Navarro-Llopis V.
Pest Manag Sci. 2012 Jan;68(1):142-8. doi: 10.1002/ps.2239. Epub 2011 Jul 27.
Prabhaker N, Castle SJ, Naranjo SE, Toscano NC, Morse JG.
J Econ Entomol. 2011 Jun;104(3):773-81.
Sorribas J, Rodríguez R, Garcia-Mari F.
Ecol Appl. 2010 Jun;20(4):1101-13.
Grafton-Cardwell EE, Lee JE, Robillard SM, Gorden JM.
J Econ Entomol. 2008 Apr;101(2):451-60.
Prabhaker N, Morse JG, Castle SJ, Naranjo SE, Henneberry TJ, Toscano NC.
J Econ Entomol. 2007 Aug;100(4):1053-61.
Grafton-Cardwell EE, Lee JE, Stewart JR, Olsen KD.
J Econ Entomol. 2006 Jun;99(3):733-44.
Zchori-Fein E, Faktor O, Zeidan M, Gottlieb Y, Czosnek H, Rosen D.
Insect Mol Biol. 1995 Aug;4(3):173-8.